银染是一种常用的蛋白质染色方法，具有较高的灵敏度，可以染出SDS-PAGE胶中含量低至0.2ng的蛋白。虽然这是protocol上的说法，但如果操作得当，检测到5ng左右的蛋白应该不成问题。

如果搜索银染的protocol，可能会得到许多种说法。为什么这样一种重要的实验手段却得不到统一的应用呢？这可能要从银染本身那复杂而又灵活的原理说起。简单的讲，银染的原理就是将银离子还原，附着在蛋白表面，形成染色。银染所用的银，基本上是基于两种试剂，一种是硝酸银，另一种是Silver diammine。基于硝酸银的应用要多于后者（据说Silver diammine比较费“银子”），现在主要说说基于硝酸银的银染的原理。

银离子容易被还原，在PAGE胶上，哪里的银离子先开始被还原，哪里就先开始出现条带。通常由于蛋白质结构上的复杂性，一部分银离子结合在蛋白质之上后会影响更多银离子的结合，所以有蛋白的地方银离子较少，如果不做任何处理，有蛋白的部位将会染色更浅，所以最初的银染是负染。那最初的负染是如何演变成正染色的呢？一方面是选用还原速度较慢的还原剂，如甲醛，另一方面，利用慢还原争取到的时间将胶上多余的银离子洗去，由于银离子对蛋白质有一定的结合力，故更多地保留在有蛋白的位置，于是形成了正染。但是这种染色的方法灵敏度还不是很高，所以人们又在染色之前加入了敏化的步骤，能够使银染敏化的试剂很多，一类是增加蛋白质与银离子的结合位点，如SDS等；还有一类能使银离子和蛋白形成silver sulfide等结合，硫代硫酸盐起到的就是这个作用；还有的试剂兼顾上述两种功能，如戊二醛。通过敏化过程，银染的灵敏度大大增加，同时也降低了背景。综上，银染的原理概括如下：让银离子尽可能多的于蛋白结合，尽可能的洗掉胶上的银离子，然后还原显色。

各种各样的protocol基本上都是基于这个原理。最为经典的一个版本是这样的：

谈谈其中一些具体步骤：

1. 固定，固定的作用主要是使蛋白变性，防止蛋白在扩散

2. 敏化，戊二醛和硫代硫酸钠都是增加蛋白和银离子的结合，但是做质谱兼容银染

的时候一般都把戊二醛去掉，原因是对蛋白造成修饰（在我的实验中，有戊二醛存在的时候一般也能鉴定到蛋白，不知道是不是去掉更好）。乙酸钠的作用应该是缓冲pH。

3. 染色，有的protocol中这一步不加甲醛，不加甲醛是后面的显色速度将大大降

低。 4. 显色，碳酸钠的作用是提供碱性环境，在碱性环境下甲醛才能发挥它的慢还原特

性。这一步中的硫代硫酸钠有增加银化合物溶解的能力，防止氯化银在胶表面形成薄膜，但是在质谱兼容银染中，硫代硫酸钠也是省去的。 5. 终止，顾名思义，显色成功后终止反应。

评价好的银染方法主要基于以下几个方面：灵敏度，重复性，速度。个人认为平衡好灵敏度和重复性是实验的关键，速度可以放在后面考虑。如果不知道哪个版本的银染更为合适，那么上面的那个经典版本是个不错的选择，之后可以根据具体的结果，并参考银染的原理做些优化。